Структуры стеарата кобальта как металл-аффинный сорбент для подготовки образца в масс-спектрометрии с лазерной десорбцией/ионизацией

Разработан, охарактеризован и применен в формате «лаборатория на мишени» новый металл-аффинный сорбент на основе монослоев стеарата кобальта (II). Монослои стеарата кобальта (II) были получены по классическому методу Ленгмюра на поверхности водной субфазы в специальной ванне. Затем монослой был сколлапсирован в двух направлениях. Определены параметры, характеризующие полученную структуру как сорбент: удельная масса (0,022 ± 0,003 мг/дм²), удельная поверхность (22 ± 2 м²/г), значение изоэлектрической точки (3,7 ед. pH), влажность (63 ± 2 %), структурное звено ([Co(C₁₇H₃₅COO)₂]H⁺), химическая устойчивость (устойчив в стандартных водных элюентах и полярных органических растворителях, применяемых в металл-аффинной хроматографии). Показано, что коллапсированные монослои стеарата кобальта (II) (FCo) соответствуют требованиям, предъявляемым к металл-аффинным сорбентам. В спиновых колонках (метод пакетной хроматографии) проведена сорбция диклофенака на FCo и продемонстрировано специфичное взаимодействие монослоев с хлорсодержащими соединениями. Предложена методика функционализации мишени для масс-спектрометрии с матричной десорбцией/ионизацией (МАЛДИ-МС), в ходе которой сорбент формируется непосредственно на поверхности мишени, сохраняя структуру и металл-аффинные свойства. Методика отличается экономичностью, простотой и воспроизводимостью, а сформированный сорбент характеризуется высоким уровнем адгезии к подложке и остается на поверхности на протяжении всего времени проведения эксперимента. На поверхности мишени сформировали FCo и определили условия проведения металл-аффинной хроматографии на функционализированной поверхности в формате «лаборатория на мишени». Показано, что аддукт глобина с хлорсодержащим соединением может быть определен при 0,5 % модификации белка, и коллапсированные монослои стеарата кобальта (II), сформированные на поверхности мишени для МАЛДИ-МС, обеспечивают высокий уровень чувствительности, специфичности и селективности анализа в формате «лаборатория на мишени». Разработан комплексный подход для определения хлорсодержащих аддуктов белков в этом формате с использованием нового металл-аффинного сорбента на основе монослоев стеарата кобальта (II).

1. Riguero V., Clifford R., Dawley M., et al. Immobilized metal affinity chromatography optimization for poly-histidine tagged proteins / J. Chromatogr. A. 2020. Vol. 1629. 461505. DOI: 10.1016/j.chroma.2020.461505

2. Kinna A., Tolner B., Rota E. M., et al. IMAC capture of recombinant protein from unclarified mammalian cell feed streams / Biotechnol. Bioeng. 2016. Vol. 113. N 1. P. 130 – 140. DOI: 10.1002/bit.25705

3. Preston G. W., Phillips D. H. Protein Adductomics: Analytical Developments and Applications in Human Biomonitoring / Toxics. 2019. Vol. 7. N 2. 29. DOI: 10.3390/toxics7020029

4. Lockridge O. Overview of Adductomics in Toxicology / Current Protocols. 2023. Vol. 3. N 2. 672. DOI: 10.1002/cpz1.672

5. Marsillach J., Costa L. G., Furlong C. E. Protein adducts as biomarkers of exposure to organophosphorus compounds / Toxicology. 2013. Vol. 307. P. 46 – 54. DOI: 10.1016/j.tox.2012.12.007

6. Bolognesi G., Bacalini M. G., Pirazzini C., et al. Evolutionary Implications of Environmental Toxicant Exposure / Biomedicines. 2022. Vol. 10. N 12. 3090. DOI: 10.3390/biomedicines10123090

7. Amelin V. G., Bolshakov D. S. Rapid screening and determination of neonicotinoid insecticides in water using ultra-high-performance liquid chromatography/quadrupole-time-of-flight mass spectrometry of high resolution / Industr. Lab. Mater. Diagn. 2017. Vol. 83. N 10. P. 18 – 22 [in Russian]. DOI: 10.26896/1028-6861-2017-83-10-18-22

8. Skinner M. K., Manikkam M., Tracey R., et al. Ancestral dichlorodiphenyltrichloroethane (DDT) exposure promotes epigenetic transgenerational inheritance of obesity / BMC Medicine. 2013. Vol. 11. N 1. 228. DOI: 10.1186/1741-7015-11-228

9. Urban P. L., Amantonico A., Zenobi R. Lab-on-a-plate: extending the functionality of MALDI-MS and LDI-MS targets / Mass Spectrom. Rev. 2011. Vol. 30. N 3. P. 435 – 478. DOI: 10.1002/mas.20288

10. Muthu M., Chun S., Wu H. F., et al. The ongoing evolution of laser desorption/ionization mass spectrometry: Some observations on current trends and future directions / J. Mass Spectrom. 2018. Vol. 53. N 6. P. 525 – 540. DOI: 10.1002/jms.4083

11. Shreyner E. V., Alexandrova M. L., Sukhodolov N. G., et al. Extraction of the insecticide dieldrin from water and biological samples by metal affinity chromatography / Mendeleev Commun. 2017. Vol. 27. N 3. P. 304 – 306. DOI: 10.1016/j.mencom.2017.05.030

12. Kurdyukov D. A., Chernova E. N., Russkikh Y. V., et al. Ni-functionalized submicron mesoporous silica particles as a sorbent for metal affinity chromatography / J. Chromatogr. A. 2017. Vol. 1513. P. 140 – 148. DOI: 10.1016/j.chroma.2017.07.043

13. Gladchuk A. S., Silyavka E. S., Shilovskikh V. V., et al. Self-organization of stearic acid salts on the hemispherical surface of the aqueous subphase allows functionalization of matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry target plates for on-plate immobilized metal affinity chromatography enrichment / Thin Solid Films. 2022. Vol. 756. 139374. DOI: 10.1016/j.tsf.2022.139374

14. Gorbunov A. Yu., Podolskaya E. P. Fabrication of nanoscale multimolecular structures of lanthanum stearate using Langmuir monolayers for laser desorption/ionization mass spectrometry / Tech. Phys. Lett. 2022. Vol. 48. N 11. P. 29 – 33. DOI: 10.21883/tpl.2022.11.54885.19320

15. Kalninia Y. K., Viskov M. A., Gladchuk A. S., et al. MALDI target functionalization with deposited thin films of lanthanum stearate — An efficient tool for in situ enrichment of human globin adducts of chlorinated organic compounds / Microchem. J. 2024. Vol. 6. N 205. 111300. DOI: 10.1016/j.microc.2024.111300

16. Gladchuk A. S., Gorbunov A. Y., Keltsieva O. A., et al. Coating of a MALDI target with metal oxide nanoparticles by droplet-free electrospraying — A versatile tool for in situ enrichment of human globin adducts of halogen-containing drug metabolites / Microchem. J. 2023. Vol. 191. 108708. DOI: 10.1016/j.microc.2023.108708

17. Babakov V., Gorbunov Ay., Gladchuk A., et al. Identification of phosphonylated peptides using a MALDI target functionalized with lanthanum stearate / Medicine of Extreme Situations. 2023. Vol. 1. N 1. P. 21 – 29. DOI: 10.47183/mes.2023.002

18. Baillie T. A. Drug-protein adducts: past, present, and future / Med. Chem. Res. 2020. Vol. 7. N 29. P. 1093 – 1104. DOI: 10.1007/s00044-020-02567-8

19. Sabbioni G., Day B. W. Quo vadis blood protein adductomics? / Arch. Toxicol. 2022. Vol. 96. N 1. P. 79 – 103. DOI: 10.1007/s00204-021-03165-2

20. Nishikaze T., Takayama M. Cooperative effect of factors governing molecular ion yields in desorption/ionization mass spectrometry / Rapid Commun. Mass Spectrom. 2006. Vol. 20. N 3. P. 376 – 382. DOI: 10.1002/rcm.2316