Определение метаболитов азотистых ипритов в моче с использованием жидкостной хромато-масс-спектрометрии высокого разрешения

Для обнаружения биологически активных компонентов в смесях сложного состава, к которым относятся биологические жидкости (кровь, моча и т.д.), широко используют метод жидкостной хромато-масс-спектрометрии высокого разрешения, сочетающий в себе возможности высокоселективного разделения исследуемых смесей, достоверного обнаружения неизвестных веществ и высокую чувствительность. Предложен способ одновременного извлечения из мочи N-триэтаноламина (ТЭА), N-этилдиэтаноламина (ЭДЭА) и N-метилдиэтаноламина (МДЭА) — высокополярных биомаркеров азотистых ипритов — с последующим определением методом ВЭЖХ в сочетании с тандемной масс-спектрометрией высокого разрешения. Исследованы масс-спектры фрагментации протонированных молекулярных ионов ТЭА, ЭДЭА и МДЭА, приведены возможные структурные формулы фрагментных ионов. Оптимизированы условия пробоподготовки образцов мочи и масс-спектрометрического детектирования в режиме мониторинга выбранных реакций. В качестве способа подготовки проб мочи к анализу выбран вариант разбавления деионизированной водой в 5 раз. Разделение компонентов проводили в варианте обращенно-фазовой хроматографии, при этом времена удерживания ТЭА, ЭДЭА и МДЭА составили 2,00, 2,05 и 1,92 мин соответственно. Время, необходимое для выполнения всех стадий анализа проб мочи, не превышает 25 мин. Пределы обнаружения биомаркеров в моче составили: 1 нг/мл ТЭА и 2 нг/мл ЭДЭА и МДЭА. Разработанный подход позволяет установить факт применения специфических азотистых ипритов в случаях расследования возможного попадания кожно-нарывных отравляющих веществ в живой организм.

1. Convention on the prohibition of the development, production, stockpiling and use of chemical weapons and their destruction. www.opcw.org. 1997 (17.03.2019).

2. Pantazides B. G., Quinones-Gonzalez J., Rivera Nazario D. M., et al. A quantitative method to detect human exposure to sulfur and nitrogen mustards via protein adducts / J. Chromatogr. B. 2019. Vol. 1121. P. 9. DOI: 10.1016/j.jchromb.2019.05.005

3. Masta A., Gray P. J., Phillips D. R. Molecular basis of nitrogen mustard effects on transcription processes: role of depurination / Nucleic Acids Res. 1994. Vol. 22. P. 3880 – 3886. DOI: 10.1093/nar/22.19.3880

4. Sperry M. L., Skanchy D., Marino M. T. High-performance liquid chromatographic determination of N-[2-(hydroxyethyl)-N-(2-(7-guaninyl)ethyl)]methylamine, a reaction product between nitrogen mustard and DNA and its application to biological samples / J. Chromatogr. B. 1998. Vol. 716. P. 187 – 193. DOI: 10.1016/s0378-4347(98)00296-5

5. Povirk L. F., Shuker D. E. DNA damage and mutagenesis induced by nitrogen mustards / Mutation Res. 1994. Vol. 318. P. 205 – 226. DOI: 10.1016/0165-1110(94)90015-9

6. Osborne M. R., Wilman D. E. V., Lawley P. D. Alkylation of DNA by the nitrogen mustard bis(2-chloroethyl)methylamine / Chem. Res. Toxicol. 1995. Vol. 8. P. 316 – 320. DOI: 10.1021/tx00044a018

7. D’Opresko M., Young R. A., Faust R. A., et al. Chemical warfare agents: estimating oral reference doses / Rev. Environ. Contam. Toxicol. 1998. Vol. 156. P. 127. DOI: 10.1007/978-1-4612-1722-0_1

8. Lee K. S. Y. Simultaneous analysis of mono-, di-, and tri-ethanolamine in cosmetic products using liquid chromatography coupled tandem mass spectrometry / Arch. Pharm. Res. 2016. Vol. 39. P. 66 – 72. DOI: 10.1007/s12272-015-0677-5

9. Black R. M. An overview of biological markers of exposure to chemical warfare agents / J. Anal. Toxicol. 2008. Vol. 32. P. 2 – 9. DOI: 10.1093/jat/32.1.2

10. Kanaujia P. K., Tak V., Pardasani D., et al. Application of cation-exchange solid-phase extraction for the analysis of amino alcohols from water and human plasma for verification of Chemical Weapons Convention / J. Chromatogr. A. 2008. Vol. 1185. P. 167 – 177. DOI: 10.1016/j.chroma.2008.01.080

11. Yeo T., Ho M., Loke W. Development of a liquid chromatography- multiple reaction monitoring procedure for concurrent verification of exposure to different forms of mustard agents / J. Anal. Toxicol. 2008. Vol. 32. P. 51 – 56. DOI: 10.1093/jat/32.1.51

12. Black R. M., Read R. W. Application of liquid chromatography-atmospheric pressure chemical ionisation mass spectrometry, and tandem mass spectrometry, to the analysis and identification of degradation products of chemical warfare agents / J. Chromatogr. A. 1997. Vol. 759. P. 79 – 92. DOI: 10.1016/S0021-9673(96)00763-7

13. Chua H. C., Lee H. S., Sng M. T. Screening of nitrogen mustards and their degradation products in water and decontamination solution by liquid chromatography-mass spectrometry / J. Chromatogr. A. 2006. Vol. 1102. P. 214 – 223. DOI: 10.1016/j.chroma.2005.10.066

14. Otsuka M., Miyaguchi H., Uchiyama M. Analysis of degradation products of nitrogen mustards via hydrophilic interaction liquid chromatography-tandem mass spectrometry / J. Chromatogr. A. 2019. Vol. 1602. P. 199 – 205. DOI: 10.1016/j.chroma.2019.05.015

15. Reddy M. K., Mills G., Nixon C., et al. High-throughput sample preparation and simultaneous column regeneration liquid chromatography-tandem mass spectrometry method for determination of nitrogen mustard metabolites in human urine / J. Chromatogr. B. 2011. Vol. 879. P. 2383 – 2388. DOI: 10.1016/j.jchromb.2011.06.029

16. Sinha Roy K., Goud D. R., Chandra B., Dubey D. K. Efficient extraction of sulfur and nitrogen mustards from nonpolar matrix and an investigation on their sorption behavior on silica / Anal. Chem. 2018. Vol. 90. P. 8295 – 8299. DOI: 10.1021/acs.analchem.8b02157

17. Lemire S. W., Barr J. R., Ashley D., et al. Quantitation of biomarkers of exposure to nitrogen mustards in urine from rats dosed with nitrogen mustards and from an unexposed human population / J. Anal. Toxicol. 2004. Vol. 28. P. 320 – 326. DOI: 10.1093/jat/28.5.320

18. Ohsawa I., Seto Y. Determination of nitrogen mustard hydrolysis products, ethanolamines by gas chromatography-mass spectrometry after tert-butyldimethylsilyl derivatization / J. Chromatogr. A. 2006. Vol. 1122. P. 242 – 248. DOI: 10.1016/j.chroma.2006.04.076

19. Kenar L., Alp O. Determination of nitrogen mustard hydrolysis products in rat urine samples using GC-MS / J. Chromatogr. Sci. 2011. Vol. 49. P. 361 – 364. DOI: 10.1093/chromsci/49.5.361

20. Palit M., Mallard G. Dispersive derivatization liquid-liquid extraction of degradation products/precursors of mustards and v-agents from aqueous samples / J. Chromatogr. A. 2011. Vol. 1218. P. 5393 – 5400. DOI: 10.1016/j.chroma.2011.06.008

21. Otsuka M., Miyaguchi H., Uchiyama M. Analysis of nitrogen mustard degradation products via post-pentafluorobenzoylation liquid chromatography-tandem mass spectrometry / J. Chromatogr. A. 2020. Vol. 1625. Article. 461306. DOI: 10.1016/j.chroma.2020.461306

22. Black R. M. History and perspectives of bioanalytical methods for chemical warfare agent detection / J. Chromatogr. B. 2010. Vol. 878. P. 1207 – 1215. DOI: 10.1016/j.jchromb.2009.11.025